樣本準備是前處理的前提，核心在于避免污染與代謝物降解。采集樣本時需遵循快速、低溫原則，所有操作盡量在冰上進行，避免樣本長時間暴露于室溫。不同類型樣本需針對性處理：細胞樣本需用預冷PBS清洗2-3次去除培養基殘留，離心收集后液氮速凍；組織樣本需快速去除血液、雜質，按250mg/管分裝后液氮冷凍；體液樣本中，血清需室溫靜置凝固后離心，尿液需離心去除沉淀，唾液需禁食1小時后采集并過濾除菌。所有樣本需做好清晰標記，分裝后置于-80℃保存，嚴禁反復凍融。

 

　　樣本破碎與勻漿旨在打破生物壁壘，釋放胞內代謝物。冷凍樣本需在低溫環境下解凍，避免代謝物變性。組織樣本采用液氮研磨或組織勻漿法，加入預冷提取溶劑后充分研磨至勻漿狀態；細胞樣本可直接加入提取溶劑，渦旋震蕩使細胞裂解。破碎過程中需全程低溫，所用器械需經滅菌處理，避免交叉污染，同時避免使用含染料的耗材及保鮮膜，防止PEG等雜質干擾檢測。

 

　　代謝物提取是核心步驟，需根據代謝物極性選擇合適溶劑體系。常用提取溶劑包括甲醇、乙腈等，極性代謝物可選用甲醇-水混合體系，脂類代謝物可選用氯仿-甲醇體系，溶劑與樣本體積比控制在3:1至10:1之間。提取時加入內標物以校正提取效率，渦旋震蕩1-10分鐘后，4℃下12000-15000g離心10-20分鐘，收集上清液，沉淀可重復提取一次以提高回收率，合并兩次上清液備用。

 

　　凈化與濃縮用于去除雜質，提高檢測靈敏度。上清液可通過0.22μm濾膜過濾，去除蛋白質、細胞碎片等大分子雜質；若樣本雜質較多，可采用固相萃取法進一步凈化。凈化后的樣本采用氮吹或真空濃縮法濃縮，避免高溫導致代謝物降解，濃縮至合適體積后，用提取溶劑定容，渦旋混勻后再次離心，確保樣本澄清。

 

　　樣本保存與質控是實驗可靠性的保障。處理后的樣本需分裝至無菌離心管，做好標記后置于-80℃保存，待檢測時快速解凍并立即上機。同時，需制備質控樣本，混合所有樣本等量上清液，按相同流程處理，用于監控前處理及檢測全過程的穩定性。整個操作過程需嚴格遵循無菌原則，所用試劑均為色譜級，溶液現配現用，確保實驗重復性與結果準確性。